SLIDEX Staph plus

SLIDEX Staph plus es un rápido test de aglutinación de partículas de látex para la identificación de cepas de Staphylococcus Aureus a partir de aislamientos en medios de cultivo. Se utilizan dos reactivos, R1 y R2.
El reactivo R1 de SLIDEX Staph Plus contiene partículas de látex azul sensibilizadas mediante fibrinogeno humano y anticuerpos monoclonales anti-Staphylococcus Aureus. El reactivo R2 es el control negativo e incluye nitrato sódico menor al 0,1%.
De esta manera permite la detección simultánea de el factor de afinidad por el fibrinógeno, de la afinidad de la proteína A por el fragmento Fc de los IgG de ratón, y de la afinidad de un antígeno de grupo ligado a las estructuras periféricas específicas de S. Aureus.

En presencia de S. Aureus se observará en pocos minutos la aglutinación de partículas de látex en R1 y no aglutinación de partículas en R2. Si se observa aglutinación en R2 no es identificable.

¿Teneis alguna duda de como utilizar el SLIDE Staph Plus? En este vídeo se enseña como utilizarlo:



Mas información aquí.

Sergi

Fotos de algunos microorganismos

Hace unas semanas Caty me envió fotos de algunas de las preparaciones que os dejé para poder ver al microscopio, ¡¡que por cierto quedaron geniales!!

Aunque todavía sigo esperando mas fotos (que se que hicisteis), os dejo estas en el blog, para que todo el mundo las pueda ver.

Saludos

Sergio

Leishmania:

Streptococcus pyogenes:

Candida Albicans:

Staphylococcus Aureus Enterotoxigénico ATCC 9144

En esta práctica vamos a comprobar si sois portadores de esta cepa de Staphylococcus Aureus peligrosa por la formación de toxinas. Se encuentra en la piel y mucosas de la mayoría de animales de sangre caliente. Existen portadores sanos ocasionales, intermitentes o permanentes. El 50% de las personas son portadoras de esta bacteria de vez en cuando (sobretodo en momentos de bajas defensas)

Primero realizaremos una preincubación en medio TSB (Tryptic Soy Broth) durante 24 h a 37ºC. A continuación una incubación en dos medios diferenciados: Baird-Parker con yema de huevo y telurito y Chapman-Manitol. Las dos siembras por agotamiento. Las colonias de S. Aureus en medio Baird-Parker salen negras debido a la precipitación del telurito y con un halo blanco de lipólisis por precipitación de la grasa del huevo.

Las colonias con Chapman Manitol de Staphylococcus Aureus salen de color amarillo por la fermentación del manitol. Otros Staphylococcus como el Staphylococcus Epidermis no fermentan el manitol y se ven de color rojo.

Para comprobar que se trata de la cepa de S. Aureus Enterotoxigénico hemos de realizar dos pruebas confirmatorias bioquímicas: prueba de la DNAasa y de la Coagulasa. En la de DNAasa realizaremos una siembra por estría en una placa preparada previamente con medio agar DNAsa. Tras la incubación durante 24-48 h a 37ºC añadiremos a la placa HCl 1N hasta cubrir. Esperamos unos minutos y veremos si es positiva o negativa. Si es positiva habrá una zona donde no aparecerá precipitado alrededor de la masa bacteriana.

la prueba de la COAGULASA se realizará en un tubo de hemolisis estéril con 0,5 ml de plasma de conejo. Se cogeran 1-2 colonias sospechosas del medio Baird Parker y se incubaran en el tubo a 37ºC durante 18h. Positivo: Aparece un coagulo en el tubo. Hay que tener cuidado ya que una sobreincubación podría dar falsos negativos, ya que el coagulo se reabsorbe.

Suerte, ¡¡ y a ver como salen vuestras placas!!

Sergio

PD: Si no os acordais de como se realizan las siembras os recomiendo entrar aquí.

Nuevas fotos de ambientales

Aqui tenemos mas fotos de Análisis de Microorganismos Ambientales, gentileza de Leti. Podemos ver cultivos tanto de TSA como Saboraud.

Tinción de gram

En este vídeo podemos ver todos los pasos para realizar la tinción de gram.

Fotos ambientales

Caty nos enseña sus fantásticas fotos sobre microorganismos ambientales y de preparación de placas, ¡¡aquí las tenéis!!

Me han encantado las fotos porque se podrán comentar en clase. ¿Que pensáis? ¿todas las disposiciones de las placas son correctas?

¡¡Gracias por las fotos Caty!!!

Sergio

Fotos de Ambientales y manos

Tiago me ha enviado sus fotos de ambientales y de manos. A ver si os animáis todos y me enviáis mas fotos y así vemos que nos ha salido en la práctica!!!

Sergio

Muestreo de superfícies para hongos

En esta ocasión se realizó el muestreo con placas de RODAC y medio Dextrosa Saboraud Agar selectivo para hongos y no para bacterias. Una vez llena totalmente la placa de Rodac se gira y se deja en contacto el Agar con la superficie durante unos segundos. La placa de deja durante una semana a 30ºC en la estufa en posición invertida.

Estas fueron algunas de las fotos tomadas:

Muestreo de superficies para microorganismos aerobios mesófilos

Durante el mes de Noviembre pudimos realizar la práctica de recuento de superfícies para microorganismos aerobios mesófilos. Las placas se realizaron con medio PCA (Plate Count Agar) y se realizó el método del bastoncito (o del hisopo). Para la realización de la práctica fue necesario tambien realizar medio Ringer 1/4 y una plantilla de 8cm x 8 cm con un agujero de exactamente 1cm2.

Para ello, una vez realizado el medio y esterilizado el material, se pudo emplacar y se empezó la práctica. Se introducen 10 ml de Ringer 1/4 en un tubo de ensayo con rosca. Se moja el hisopo estéril en el Ringer y pasamos el hisopo mojado por el cm2 de superficie. Se vuelve a introducir el hisopo dentro del tubo, se rompe y se cierra el tubo.

Una vez cogida la muestra se siembra en superfície sobre la placa de petri con PCA con un asa de Digralsky. Se deja en estufa invertidas a 37ºC durante 48-72 h. Se realiza por duplicado y con un blanco.

Estas fueron algunas de las fotos obtenidas:

Placas de diferentes superfícies

Steve Spangler es un flipy americano, pero un poco mas inteligente. Se dedica a vender diferentes productos de ciencia, experimentos divertidos para niños de primaria y secudaria. En este vídeo nos explica como realizar una siembra en superficie. No podemos seguir sus consejos al 100% ya que la manera de realizarlo no es aseptica, no autoclava, no trabaja al lado de un bunsen, etc...

No obstante es curioso observar las diferentes placas que ha obtenido (de forma cutre) de todas las diferentes superficies que ha analizado...¡¡Echa un vistazo!!


Sergio

Emplacar

Existen diferentes maneras de llenar con medio de cultivo diferentes palcas de petri. Aquí veremos unos ejemplos.

En el primero se rellenan mas de 10 placas de petri. No se utiliza bunsen y se tapan las placas rápidamente. Existe el problema de la formación de mucha cantidad de agua de condensación en la placa superior.



En este siguiente caso se realiza un medio agar sangre y se emplaca con un sistema de flujo laminar. El sistema de flujo permite esterilizar el aire y podemos dejar las placas abiertas antes de que gelifique y así evitar mucha condensación de agua en la placa superior. Fijaos en el autoclave que tienen en este laboratorio...¡¡¡que envidia!!!



Nosotros lo realizamos con bunsen que también crea un área de esterilización de mas o menos 20-30 cm de radio. Fijaos en la manera de llenar las placas de petri, de lejos a cerca...

Siembra en superficie

En la práctica de detreminación de microorganismos aerobios mesófilos revivificales tendremos que realizar una siembra en superficie. Aquí tenemos algunos ejemplos:

En este caso se está trabajando con campana de flujo laminar, no es necesario usar bunsen y se pueden utilizar guantes.



Al final se suele sellar las dos placas con parafilm o con celo.

Cogida de inoculo en tubo

En este vídeo se pude observar como se ha de coger el inóculo del tubo y como hacer una siembra por estría.

Siembra por agotamiento

Otro método de siembra. En este caso se inocula la segunda placa con el cultivo de la primer y se realiza siembra por agotamiento, es decir se realizan estrías sucesivas hasta agotar el inóculo. Sirve para cultivos muy concentrados. A partir de la última estría podremos contar las colonias.



Otro vídeo:

Siembra por estría

Fijaos en el siguiente vídeo y en como realiza la siembra por estría de placa a placa. La placa tiene que estar siempre del revés y se ha de trabajar siempre cerca del bunsen.

La estría se ha de realizar con mucho cuidado por encima del agar, sin pincharlo.